Mes: mayo 2012

Materias activas para plagas y enfermedades de citricos 2012

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Materias activas para plagas y enfermedades de citricos 2012

PIOJO ROJO
(Aonidiella aurantii)
aceite de parafina 72, 79, 83, 85%
clorpirifos
metilclorpirifos
piriproxifen

PIOJO BLANCO
(Aspidiotus nerii)
aceite de parafina 72, 79, 83, 85%
clorpirifos
piriproxifen

SERPETAS
(Cornuaspis spp., Lepidosaphes spp.)
aceite de parafina 72, 79, 83, 85%
clorpirifos
piriproxifen

PIOJO GRIS
(Parlatoria pergandii)
aceite de parafina 72, 79, 83, 85%
clorpirifos
piriproxifen

CAPARRETA
(Saissetia oleae)
aceite de parafina 72, 79, 83, 85%
piriproxifen

COTONET
(Planococcus citri)
aceite de parafina 72, 79, 83, 85%
clorpirifos
metil clorpirifos

MOSCA BLANCA ALGODONOSA
(Aleurothrixus floccosus)
aceite de parafina 72, 83, 85%
acetamiprid
piridaben

PULGONES
(Aphis spiraecola, A. gossypii, Toxoptera aurantii, Myzus persicae)
acetamiprid
clorpirifos (Toxoptera aurantii)
dimetoato *
etofenprox
metil clorpirifos
pimetrocina
pirimicarb (Aphis spiraecola)
tiametoxam

ÁCARO ROJO
(Panonychus citri)
aceite de parafina 79%
clofentezin
etoxazol
fenpiroximato
hexitiazox
piridaben
propargita (1)
spirodiclofen
tebufenpirad

ÁCARO ORIENTAL
(Eotetranychus orientalis)
aceite de parafina 79%
clofentezin
etoxazol
fenpiroximato
hexitiazox
propargita (1)
spirodiclofen
tebufenpirad

ARAÑA ROJA
(Tetranychus urticae)
abamectina
aceite de parafina 79%
clofentezin
etoxazol
fenpiroximato
hexitiazox
piridaben
propargita (1)
spirodiclofen
tebufenpirad

MOSCA DE LAS FRUTAS
(Ceratitis capitata)
captura masiva de adultos
etofenprox (sólo pulverización cebo)
lambda cihalotrin (sólo pulverización cebo)
lufenuron en trampas de esterilización
metil clorpirifos (sólo mandarino, naranjo,
limonero)
spinosad (sólo pulverización cebo)

CACOECIA
(Cacoecimorpha pronubana)
Bacillus thuringiensis

POLILLA DEL LIMONERO
(Prays citri)
Bacillus thuringiensis var. kurstaki
clorpirifos
metil clorpirifos

MINADOR DE LAS HOJAS
(Phyllocnistis citrella)
abamectina
acetamiprid
azadiractina (aplicada al tronco)
diflubenzuron
flufenoxuron (1)
imidacloprid (aplicado al tronco o riego por goteo)

TRIPS
dimetoato *
etofenprox
metil clorpirifos

ÁCARO DE LAS MARAVILLAS
(Eriophyes sheldoni)
abamectina
aceite de parafina 79%

CARACOLES
(Helix, Agriolimax)
metaldehido
metiocarb

AGUADO
(Phytophthora spp.)
compuestos de cobre inorgánico
etil-fosfito de aluminio
mancozeb
metalaxil
metalaxil-M

ALTERNARIA
(Alternaria alternata)
compuestos de cobre inorgánico
mancozeb

ANTRACNOSIS
(Colletotrichum gloesporioides)
compuestos de cobre inorgánico
mancozeb

PODREDUMBRE DEL
CUELLO Y GOMOSIS
(Phytophthora spp.)
compuestos de cobre inorgánico
etil-fosfito de aluminio

La produccion de melocoton y nectarina 2012

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La produccion de melocoton y nectarina 2012

El pasado 27 de abril se presentaron en primicia en el Casal Municipal Cultural ‘Lo Casino’ de Alcarràs (Lleida) las previsiones de producción de melocotón y nectarina a nivel europeo, entre ellas con datos concretos sobre como se presenta la campaña a nivel nacional. Los más de 150 agricultores que acudieron a la cita pudieron confirmar que en esta ocasión, al contrario que en 2011, no se anticipará la cosecha, con los consiguientes picos de cosecha que provocó un hundimiento en los precios. Para 2012 no se prevén algunos solapamientos entre zonas productivas, una falta de producto temprano, debido a la bajada en la producción en zonas tempranas (Andalucía, Comunidad Valenciana y Murcia), y tambien falta de producto tardío.

David Pozo

La producción de melocotón y nectarina se mantiene estable en 2012 – 21/05/2012 – Portada.

Residuos De Plaguicidas En Frutos Citricos

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Residuos De Plaguicidas En Frutos Citricos

El contenido de residuos en nuestros frutos cítricos es uno de los factores importantes a tener en cuenta en su comercialización para evitar problemas y rechaces de mercancías.
Dado que las normativas de los distintos países de destino, respecto a los “límites máximos de residuos” no son coincidentes y además se producen frecuentes cambios, se ha considerado conveniente emitir, como en años anteriores, este boletín especial que consta de dos partes:

a) Límites máximos de residuos para los productos recomendados en cítricos (expresados en ppm.), listados alfabéticamente, para los principales mercados de destino.
Concretamente de la Unión Europea, Suiza, Estados Unidos de América y Canadá.
b) Lista de productos recomendados para cada una de las plagas de los cítricos, elaborada por el Grupo de Trabajo español sobre plagas de cítricos.

Actualmente están armonizados los LMRs de todos los países de la Unión Europea (UE) en virtud de los diversos reglamentos.
Estos Reglamentos que contienen los anejos II, III y IV del Reglamento 396/2005 han conseguido una armonización casi completa de los LMRs en la UE.
El anejo II recoge los LMRs ya establecidos y armonizados, mientras que el anejo III recoge los LMRs temporales para aquellos plaguicidas que, hasta ahora, no tienen LMRs armonizados.
Los países terceros, es decir, no pertenecientes a la UE, siguen teniendo su legislación especifica. Como ejemplo recogemos en este boletín los LMRs de Suiza, USA y Canadá.
En este boletín exponemos, para los diferentes plaguicidas que se recomiendan contra los problemas fitosanitarios de los cítricos, listados alfabéticamente, los LMRs (expresados en mg/kg o ppm) tanto para la UE como para los países terceros antes citados.

Para el manejo de las tablas de LMRs conviene tener en cuenta las siguientes indicaciones:
➡ Cuando un país no tiene establecido LMR para un plaguicida, se indica con una S (sin LMR). En estos casos, aunque la normativa puede variar según el país, normalmente se aplica el límite de determinación, pues se considera que los frutos no deben contener residuos de ese plaguicida.
➡ Normalmente los LMRs se indican para frutos cítricos (naranjas, mandarinas, limones), pero hay casos en los que se distingue entre naranjas (lo indicamos con N), mandarina (M) y limones (L).
➡ Los LMRs aquí expuestos están actualizados a principios de marzo de 2012. Las últimas actualizaciones disponibles de Suiza y Canadá son las de junio de 2011. Con el tiempo los LMRs pueden variar como consecuencia de cambios legislativos.
➡ Además de vigilar que no se superen los LMRs para cada plaguicida en particular, también conviene que no existan residuos de varios plaguicidas en la misma fruta (residuos múltiples) pues aunque en la Unión Europea todavía no hay legislación limitativa al respecto, se está prestando cada día más atención a esta cuestión.
➡ En las anteriores campañas se han registrado algunos casos violativos en los LMRs en cítricos en los planes de vigilancia.
Además han habido algunas alertas o notificaciones en la Unión Europea, concretamente, por residuos de imazalil en naranjas detectado en Italia, por metil-oxidemeton en mandarina detectado en Letonia, dimetoato en naranjas detectado por Lituania, lambda cihalotrin en clementinas detectado por Holanda e isoprocarb en clementinas detectado por Alemania.
➡ A causa de la dificultad en el manejo de la legislación, las diferencias en terminología y las dificultades derivadas de la traducción, cabe la posibilidad de alguna interpretación errónea
a pesar de los esfuerzos que se han hecho para asegurar la exactitud de las cifras expuestas. Estos datos tienen un carácter meramente informativo y no legal. La Conselleria de Agricultura no puede asumir la responsabilidad de algún error eventual.
➡ Por otra parte, los continuos cambios en el Registro de Productos Fitosanitarios, así como en los LMRs en la Unión Europea y otros países, hacen que esta información tenga carácter
orientativo y debe ser revisada y actualizada con las informaciones que proporcionan las siguientes bases de datos.
Registro de Productos Fitosanitarios:
http://www.magrama.es/es/agricultura/temas/medios-de-produccion/
productos-fitosanitarios/fitos.asp
LMRs en la Unión Europea:
http://ec.europa.eu/sanco_pesticides/public/index.cfm

Limite maximo de residuos en citricos

Trips – Pezotrips en citricos

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Identificación de Trips – Pezotrips en citricos

Es importante diferenciar Pezothrips kellyanus del resto de trips que también se alimentan de las flores de los cítricos pero no producen daños. Los adultos de P. kellyanus son negro-parduzcos con la base de las alas claras, su tamaño varía entre 1 y 2 mm. Las hembras son ligeramente más grandes que los machos y tienen el abdomen ensanchado. Suelen aparecer agregados en las flores y en las hojas jóvenes.

Las ninfas, que son las que producen los daños, no tienen alas, son blancas durante el primer estadio y adquieren tonalidades más amarillentas y anaranjadas durante el segundo estadio.

Fig. 2. Detalle de Adulto de P. kellyanus

Fig. 3. Flores con presencia de P. kellyanus

Síntomas y daños

Las ninfas de P. kellyanus se alimentan de las células epidérmicas situadas bajo el cáliz de los frutos jóvenes produciendo su escarificación. Cuando el fruto crece la zona escarificada forma un anillo alrededor del pedúnculo. El daño es sólo exterior y por lo tanto estético. Los daños son similares a los producidos por las rozaduras con las ramas pero estos generalmente no producen escarificaciones circulares.

También pueden producir decoloraciones en frutos maduros, aunque estas son poco comunes.

Biología

Las hembras ponen los huevos en las partes tiernas de la planta, en los pétalos cuando hay flor y en los frutitos y hojas jóvenes cuando la flor ha caído. Las ninfas se establecen en las flores, entre los pétalos y los frutos recién cuajados y bajo el cáliz de los frutos jóvenes. Por lo general, se alimentan de las células epidérmicas situadas bajo el cáliz de los frutos jóvenes. Una vez completado el segundo estadio las ninfas se dejan caer al suelo donde pasan por el tercer y cuarto estadio (prepupa y pupa). Durante estos estadios se entierran en el suelo o bajo la hojarasca donde completan su desarrollo.

El ciclo completo dura entre 10 días (a 31-35°C) y 26 (a 15°C).

Se considera que P. kellyanus presenta una sola generación completa en todos las variedades de cítricos excepto en limones. En aquellas parcelas donde la floración primaveral se alarga y no es homogénea P. kellyanus puede completar una generación antes de la caída de los pétalos y por lo tanto ser más abundante y dañino. Inverna en forma de pupa en el suelo, los adultos emergen al principio de la primavera y ponen los huevos en los pétalos o frutos recién cuajados donde emergen las ninfas que se alimentarán de los frutos.

Variedades atacadas

Aunque todas las variedades son sensibles, P. kellyanus produce los mayores daños en limones, naranjas del grupo navel y valencia y pomelos respectivamente.

Muestreo

El muestreo debe realizarse semanalmente desde la caída total de los pétalos hasta que los frutos hayan alcanzado un diámetro de 3.5-4 cm (6-8 semanas).

Muestrear frutos sanos y exteriores recién cuajados:

  • Dos frutos por árbol.
  • 25 árboles por cada lado de la parcela (100 árboles)

Umbral

El tratamiento se realizará cuando se supere el 5% de frutos con presencia de ninfas de P. kellyanus. Para ello se determinará la presencia de ninfas en 100 frutos sanos (entre 1 y 2 frutos por árbol). Para observar las ninfas se debe utilizar un cuentahílos y es aconsejable levantar el cáliz cuando este cubre la parte superior del fruto porque es donde se encuentran las ninfas de P. kellyanus.

Control biológico

No se conocen parasitoides que puedan controlar las poblaciones de P. kellyanus en cítricos y se desconoce si los fitoseidos presentes en los cítricos pueden alimentarse de P. kellyanus como lo hacen en otros cultivos con otros trips.

Control cultural

Evitar la presencia de plantas que florecen antes que los cítricos en la parcela o en su borde porque P. kellyanus puede reproducirse en esta planta y por lo tanto ser más abundante y dañino cuando florezcan los cítricos.

Control químico

Tratamiento recomendado

Los tratamientos químicos contra trips con organofosforados deberían minimizarse porque pueden desequilibrar el control biológico de otras plagas y porque los trips se vuelven resistentes con mucha facilidad.

En caso de realizar tratamiento las materias activas recomendadas son:

Modo de acción Materia activa Plazo seg.
Moduladores del canal sodio Etofenprox 14
Inhibidor de la aceticolinesterasa Dimetoato (solo plantones y siempre sin cosecha pendiente de recolección) 21
Metil clorpirifos 15

Recomendaciones:

  • Los plaguicidas deben utilizarse a las dosis recomendadas para evitar la aparición de resistencias o pérdida de eficacia de la aplicación..
  • Todas las aplicaciones químicas deben realizarse con equipos previamente calibrados. Se debe considerar el uso de un adecuado volumen, presión y velocidad de aplicación, de manera que se asegure una apropiada cobertura vegetal.
  • La técnica de aplicación debe permitir alcanzar bien el envés de las hojas, procurando una buena cubrición de éstas en todas las plantas. Para las aplicaciones en pulverización es aconsejable la utilización de mojantes.
  • Realizar los tratamientos sobre focos, si están bien delimitados.

Prueba de p-Dimetilaminobenzaldehido para Cannabis sativa

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Prueba de p-Dimetilaminobenzaldehido para Cannabis sativa

En un tubo de ensayo
Reactivo A: p-imetilaminobenzaldehido
Reactivo B: etanol
Reactivo C: ácido sulfúrico
Métodoa. Disolver 0.5g de p-dimetilaminobenzaldehido en 50 ml. de una mezcla conteniendo 60 partes de etanol y 40 partes de ácido sulfúrico. El reactivo deberá ser preparado en el momento que se va a utilizar.b. Agregar el reactivo sobre la muestra en un tubo de ensayo, y si es necesario calentar.
Resultadosc. Observar algún cambio en la coloración y después cuidadosamente, diluirlo con agua. Una coloración rojo que cambia a violeta indica la presunción de presencia de marihuana.

Se necesita realizar estas tres pruebas para que el resultado sea específico y fiable. Para obtener resultados preliminares más fiables al momento de identificar marihuana se deben realizar las pruebas de Duquenois-Levine, Sal azul sólido B, y p – dimetilaminobenzaldehido; con el fin de evitar resultados falso positivos.

[Manual técnico científico a utilizar para la detección de Marihuana mediante pruebas químicas de campo – Jenifer Ibeth Bailey Salazar – Química Farmacéutica – Guatemala, Septiembre De 2003 – Universidad De San Carlos De Guatemala Facultad De Ciencias Químicas Y Farmacia]

Prueba Sal de azul solido B para Cannabis sativa

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Prueba Sal de azul solido B para Cannabis sativa

En un tubo de ensayo
Reactivo A: Cloroformo
Reactivo B: Sal de azul solido B 2,5% p/p diluido con sulfato sódico anhidro
Reactivo C: Hidróxido de sodio 0,1N solución acuosa
Métodoa. Colocar una pequeña cantidad de la sustancia sospechosa en un tubo de ensayo.b. Mezclar con cuidado 2,5 g de sal azul sólido B (cloruro D dioanisidinetetrazolio) con 100 g de sulfato sódico anhidro. Añadir una pequeña cantidad de ésta preparación al tubo de ensayo.

c. Añadir 25 gotas de cloroformo y agitar durante un minuto.

d. Disolver 0.4 g de hidróxido sódico en 100 ml. de agua. Añadir 25 gotas de esta preparación al tubo de ensayo.

Resultados

Una capa inferior de color morado rojizo indica la posible presencia de marihuana.NotaLa sal Fast Blue B se conserva muy bien cuando se almacena en un frigorífico, pero a temperatura ambiente, tiende a deteriorarse con el paso del tiempo y el polvo se solidifica en roca (especialmente en regiones cálidas).El Azul Sólido B (o-dianisidina tetrazotizada) ha resultado ser el más específico y eficaz para detectar los cannabinoides, y en especial la solución acuosa al 0,1% y la solución alcalina en NaOH 0,1N.Posible cancerígeno

Prueba rapida Duquenois Prueba Duquenois-Levine para Cannabis sativa

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Prueba rapida Duquenois Prueba Duquenois-Levine para Cannabis sativa

En un tubo de ensayo
Reactivo A: Acetaldehído (A1)Vainillina (A2) 0,5 ml. (A1) y 0,4 g (A2) en 20 ml. de etanolLa solución debe almacenarse en un lugar fresco y oscuro y desecharse si adquiere un intenso color amarillo.
Reactivo B: Ácido clorhídrico concentrado
Reactivo C: Cloroformo
MétodoColocar una pequeña cantidad de materia sospechosa en un tubo de ensayo y agitar con 2 ml. de reactivo A durante un minuto. Añadir 2 ml. de reactivo B y agitar la mezcla. Dejar reposar durante diez minutos. Si aparece un color, añadir 2 ml. de reactivo C, mezclar suavemente.
ResultadosSi la capa inferior (cloroformo) se vuelve violeta, indica la presencia de un producto de Cannabis sativa.NotasEsta prueba no es tan sensible como las dos pruebas de papel de filtro anteriores.

Prueba de Sal de azul solido B para Cannabis sativa

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Prueba de Sal de azul solido B para Cannabis sativa

En un papel de filtro
Reactivo A: Éter de petróleo
Reactivo B: Sal de azul solido B ** 1% p/p diluido con sulfato sódico anhidro
Reactivo C: Bicarbonato de sodio 10% p/p solución acuosa
MétodoMismo procedimiento que con la Sal Fast Corinth V.

Resultados

Una mancha de color rojo púrpura en el centro del papel de filtro es indicativa de un producto que contiene Cannabis sativa.Este color es una combinación de los colores de los diferentes cannabinoides, que son los principales componentes de Cannabis sativa: THC = rojo, CBN = violeta, CBD = naranja.

Nota

La sal Fast Blue B se conserva muy bien cuando se almacena en un frigorífico, pero a temperatura ambiente, tiende a deteriorarse con el paso del tiempo y el polvo se solidifica en roca (especialmente en regiones cálidas).

El Azul Sólido B (o-dianisidina tetrazotizada) ha resultado ser el más específico y eficaz para detectar los cannabinoides, y en especial la solución acuosa al 0,1% y la solución alcalina en NaOH 0,1N.

Posible cancerígeno

** Sal de azul solido B

=3,3′-Dimethoxy[1,1′-biphenyl]-4,4′-bis(diazonium)

= Cloruro di-o-anisidinetetrazolium

=C14H12N4O2

Prueba de Sal de Corinth Solida V para Cannabis sativa

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Prueba de Sal de Corinth Solida V para Cannabis sativa

En un papel de filtro
Reactivo A: Éter de petróleo
Reactivo B: Sal de Corinth Solida V * 1% p/p en sulfato anhidro de sodio
Reactivo C: Bicarbonato de sodio 1% p/p solución acuosa
Método

Doblar dos papeles de filtro puestos uno encima del otro en cuartos y abrirlos parcialmente para formar un embudo, colocar una pequeña cantidad de muestra pulverizada en el centro del papel superior. Añadir dos gotas de reactivo A, permitiendo que el líquido penetre en el papel de filtro inferior. Desechar el papel de filtro superior y dejar que el papel de filtro inferior se seque. Añadir una cantidad muy pequeña de reactivo B al centro del papel de filtro y añadir dos gotas de reactivo C.
Resultados

Una mancha de color rojo púrpura en el centro del papel de filtro es indicativa de un producto que contiene Cannabis sativa. El THC, CBN y CBD dan el mismo tono.

Se trata de una ventaja práctica en una prueba sobre el terreno de reactivo para muestras de diferentes antigüedades u orígenes.

Puede causar cáncer. Puede causar alteraciones genéticas hereditarias. Nocivo por inhalación, por ingestión y en contacto con la piel.

* Sal de Corinth Solida V

= Diclorozinc; 2-metoxi-5-metil-4-(4-metil-2-nitrofenil) diazenil-bencenodiazonio; dicloruro

= Azoic diazo component 39

= C15H14N5O3 · 0,5 ZnCl4

Pruebas presuntivas y de color de Cannabis sativa

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Pruebas presuntivas y de color de Cannabis sativa

Los ensayos de color para el Cannabis sativa son algunas de las pruebas de color más específicas disponibles (sólo unas pocas plantas como la alheña, la nuez moscada, la macis y la agrimonia dan resultados falsos positivos). Sin embargo, una prueba de color con resultado positivo sólo proporciona una indicación de la posible presencia de material con contenido de Cannabis sativa y no una identificación definitiva de Cannabis sativa. Por lo tanto, el analista debe confirmar estos resultados mediante el uso de técnicas adicionales, generalmente más precisas. Por ejemplo, un laboratorio puede efectuar una combinación de una prueba de color, una cromatografía en capa fina y una prueba de microscopía para el material vegetal de Cannabis sativa para una identificación positiva, siempre que al menos tres cannabinoides se identifiquen por TLC (cromatografía en capa fina).

[Andrew Holmes (2007), personal communication.].

También se recomienda encarecidamente que el analista co-analice una muestra de control de Cannabis sativa (por ejemplo, un material de referencia que contenga una mezcla de patrones de referencia de cannabinoides) y una muestra ciega para verificar los resultados de las pruebas y la funcionalidad y la fiabilidad de todos los reactivos del ensayo.